КОНСЕРВИРОВАНИЕ ОРГАНОВ И ТКАНЕЙ

Бесперфузионное охлаждение в жидких средах до температуры, близкой к 0°, благодаря своей простоте и доступности имеет довольно широкое применение при К. о. и т. Для увеличения времени консервирования почки обмен веществ в ней подавляют, кроме снижения температуры, также другими воздействиями: используют умеренно гиперосмотичные р-ры, вызывающие торможение диффузионных процессов; применяют гиперкалиевые р-ры, искусственно выравнивающие трансмембранные ионные градиенты и экономящие энергию, затрачиваемую на работу клеточных «насосов»; добавляют в состав отмывочных р-ров вещества с антиоксидантными свойствами (гамма-оксимасляную к-ту и др.). При консервировании бесперфузионным методом удаленные почки отмывают охлажденным р-ром под давлением 60—80 мм рт. ст. через артерию до появления из вены чистой оттекающей жидкости. На отмывку одной почки требуется 600— 1000 мл перфузата, длительность отмывки 2—5 мин. Отмывочный р-р представляет собой либо изотонический р-р хлорида натрия с добавлением 0,5—1 мл гепарина и 5—10 мл 10% р-ра новокаина на 1000 мл жидкости, либо специальный консервирующий р-р (гиперосмотичный, гиперкалиевый, с антиоксидантами). После отмывки почки помещают в двухстенный контейнер (рис.), где поддерживается температура от 0 до 2°, и доставляют в клинику по месту нахождения реципиента. Почки при этом сохраняются до 18—22 час.

Для Консервирования органов и тканей бесперфузионным охлаждением в жидких средах используют большое число различных жидкостей: простые хим. среды (изотонический и гипертонический р-ры хлорида натрия, жидкость Тирода, р-р Рингера—Локка, водные р-ры бриллиантового зеленого, слабые р-ры карболовой к-ты, р-ры хлорамина, мертиолата, циалита, диоцида, бетапропиолактона, фурацилина, формальдегида, глутаральдегида, этилового спирта, синтетический каучук СКТН); сложные хим. среды (раствор Ханкса, раствор Л-6 с цитратом натрия, трифлавином и т. д., буферный физиол, р-р с антибиотиками, глюкозо-цитратно-пенициллиновый р-р, холодоустойчивые среды Белякова — 4-е, 31-е, 31-ж, 32-е, р-р ФС с лимонной к-той и риванолом, р-р ЦОЛИПК, р-р с лактатом натрия, р-р Федотенкова, среда Берингера с антигистаминными препаратами, р-ры ЛКГ-1 и ЛКГ-2 с желатиной и гепарином, р-р «Желатиноль» и т. д.). Консервирование тканей бесперфузионным охлаждением в жидких средах осуществляется в бытовом холодильнике в обычной стеклянной посуде. Трансплантаты, консервированные по этому способу, могут храниться от 1 нед. до нескольких месяцев. Отдельные способы К. о. и т. (0.1—0,2% р-ры формальдегида) позволяют сохранить ткани до 3 лет. Столь продолжительные сроки консервирования при использовании р-ров с формальдегидом объясняются хим. связью гидратированного формальдегида с ферментами, к-рая приводит к блокировке их активности и т. о. приостанавливает процесс а утоли за. К недостаткам К. о. и т. в жидких средах относят необходимость периодической замены консервирующих р-ров, неудобство транспортировки ввиду хрупкости тары.

Этих недостатков лишен способ консервирования в твердых средах. Стерильные тканевые трансплантаты (преимущественно костную ткань) заливают легкоплавкими фракциями парафина (используют парафин с хим. формулой C₂₀H₄₂ до C₂₃H₄₈, с t_пл 42°). Парафин гидрофобен, не проникает в ткани трансплантата, не оказывает на него вредного влияния. С топ же целью применяют и высокополимерные смолы. Продолжительность сохранности тканей в твердых средах от 2 нед. до 6 мес.

Замораживание нашло применение в основном для консервирования тканей. Условно различают три режима замораживания: медленное (от — 1 до —50°), быстрое (от —51 до —100°) и сверхбыстрое (от —101 до —273°). При медленном замораживании из-за образования небольшого числа центров кристаллизации в тканях появляются крупные кристаллы льда, которые повреждают тканевые структуры, при этом сохраняется активность некоторых ферментов, а значит, процесс аутолиза хоть и медленно, но продолжается. При быстром замораживании в сжиженных газах (ацетилен, аммиак, протан, сероводород, этилен и др.) в тканях образуются мелкие кристаллы, приостанавливают свою деятельность ферменты и катализаторы. Сверхбыстрое замораживание в сжиженных газах (кислород, азот и т. д.) приводит к витрификации (остекленению) тканевой воды и к максимальной сохранности биол, структур. Замораживание для консервирования органов (за исключением костного мозга) не применяют, т. к. кристаллы льда повреждают внутренние структуры гомовитальных трансплантатов, а осуществить сверхбыстрое замораживание целого органа не удается ввиду трудности получения одновременного равномерного охлаждения массивного трансплантата. При консервировании костной ткани используют преимущественно режим от —25 до —35° как наиболее экономичный. Сроки хранения при этом — от нескольких месяцев до 1,5 лет. К. о. и т. замораживанием осуществляют в основном в крупных мед. учреждениях, т. к. для этого требуются специальные холодильные установки, вспомогательное оборудование и сжиженные газы.

Разновидностью консервирования замораживанием является лиофилизация (см.). Процесс высушивания осуществляется из замороженного состояния при разрежении 0,0015 атм в течение 24 час. Высушенные трансплантаты (кожа, кости, артерии), запаянные в стеклянные сосуды, могут сохраняться при комнатной температуре. Использование этого метода требует, кроме холодильных установок, наличия аппаратуры для создания вакуума и запаивания трансплантатов; метод также не позволяет сохранять массивные костные трансплантаты, т. к. их высушивание и запаивание представляет большие технические трудности. В силу этого лиофилизации имеет ограниченное применение для консервирования тканей.

Комбинированные методы консервирования

Комбинированные методы консервирования получили более широкое применение для сохранения органов. Они основаны на сочетании заместительного и подавляющего обмен веществ действий. Снижение уровня обмена веществ при этих методах осуществляется охлаждением или использованием фармакологических средств. Теоретической предпосылкой использования охлаждения для сохранения органов и тканей в изолированном состоянии является феномен Вант-Гоффа, согласно к-рому снижение температуры на 10° уменьшает потребность ткани в кислороде вдвое, а при t° 2—4° кислородная потребность составляет 4 — 5% от исходного уровня. Один из видов комбинированного способа К. о. и т.— гипотермическая перфузия; она проводится специальными аппаратами с использованием разведенной крови, оксигенированной плазмы или сыворотки, смесью плазмы или сыворотки с р-рами Ханкса или Рингера (1 : 4). Этот способ позволяет сохранять почки при t° 10° до 48 час., а в отдельных случаях до 5 сут.

При гипотермии в сочетании с гипербарической оксигенацией (повышенное давление кислорода до 4—5 атм) заместительную роль играет избыток кислорода, который проникает в ткани и вызывает окисление недоокисленных продуктов обмена; охлаждение же в свою очередь снижает уровень обмена веществ. Для этого метода необходима специальная холодильная камера, способная выдержать повышенное давление, баллоны с кислородом, регуляторы: давления и температуры. Продолжительность консервирования этим способом составляет для почки 24—48 час., для сердца 12—24 часа. Подобные же результаты дает сочетание гипотермии, гипербарической оксигенации и перфузии. Ввиду сложности и отсутствия ощутимых преимуществ перед гипотермической перфузией методы, включающие гипербарическую оксигенацию, не получили широкого распространения.

Разновидностью комбинированного способа можно считать также бесперфузионное охлаждение в жидких средах до температуры, близкой к 0°, в присутствии питательных веществ. Для этого применяют биол, среды (кровь или плазму донора, кровь или плазму реципиента, асцитическую жидкость, эмбриональный экстракт), пищевые продукты (р-ры глюкозы, пчелиный мед, кипяченое молоко, рыбий жир, яичный желток или белой), синтетические среды (среда 199— сахара, витамины, пурины, пиримидины, АТФ и т. д.; солевые р-ры с сывороткой). Вышеперечисленные способы применяются в основном для сохранения тканей и не имеют существенных преимуществ перед К. о. и т. в р-рах без добавления питательных веществ.

Стерилизация. Обеспечение стерильности в процессе К. о. и т. достигается строгим соблюдением правил асептики на всех этапах хранения (стерильная посуда, аппаратура, р-ры и т. д.), а также обработкой в процессе хранения и перед трансплантацией антисептиками (формальдегид, глутаральдегид, бетапропиолактон, окись этилена, спирт, фурацилин, риванол и др.) или антибиотиками (пенициллин, стрептомицин, тетрациклин, мономицин, хлороцид и др.). Для контроля стерильности в процессе хранения и перед трансплантацией производятся посевы кусочков трансплантатов на питательную среду для бактериол, исследования.

Контроль годности консервированных органов и тканей осуществляется различными методами. Условия К. о. и т. сначала отрабатываются в эксперименте на животных и лишь затем внедряются в клин, практику. На обоих этапах — экспериментальном и клиническом — проводятся разнообразные исследования: морфологические (обычная и электронная микроскопия, витальное и суправитальное окрашивание, люминесцентная микроскопия, авторадиография, гистохим, исследование ферментов); Электрофизиологические (определение электропроводности, электрического сопротивления); биохимические (изучение активности тканевого дыхания с помощью аппарата Варбурга или полярографа, состояния активности ферментов анаэробного гликолиза, включение в обмен изотопов, изучение синтеза ДНК, определение активности дегидрогеназы с помощью солей тетразоля и др.); исследования культуры тканей в питательной среде; исследование специфической функции органов при восстановлении кровообращения (для почки — выделение мочи, регуляция электролитного состояния крови, выделение индигокармина; для печени — желчеобразование, синтез гликогена и мочевины; для конечности — сохранность электро-возбудимости мышц и т. д.); исследование функц, способности органа путем контроля за сроками выживания животных-реципиентов. Функц, методы контроля годности являются наиболее достоверными и имеют главное значение для проверки гомовитальных трансплантатов. Морфол., электрофизиол, и биохим, исследования носят вспомогательный характер, т. к. результаты, полученные при их использовании, отражают частные стороны проявления жизнедеятельности.

Обобщенные сведения по характеристике основных методов К. о. и т. приведены в таблице.

Консервирование костного мозга

Способы консервирования

Для консервирования костного мозга используют два способа: хранение в жидких средах при положительных температурах (2—5°), чем достигается снижение интенсивности обменных процессов в клетках; замораживание и хранение костного мозга при низких и ультранизких температурах ( — 70, —196°), что приводит к значительному снижению или полному подавлению обменных процессов.

Консервирование в жидких средах при положительных температурах. Известно, что морфол, полноценность и функц, активность клеток костного мозга сохраняются в солевых р-рах при t° 2—5° в течение 2 сут., а в средах для культуры тканей — 5 сут. В Советском Союзе наибольшее применение в клин, практике получили консервирующие р-ры, разработанные в ЦОЛИПК А. Г. Федотенковым и соавт. (1962) и в ЛИПКТ. К. Мамышевой (1965), основу которых составляют углеводы, белковые компоненты и антикоагулирующие вещества (трехзамещенный цитрат натрия, ЭДТА Na2), необходимые для поддержания обменных процессов в клетках, для создания нормальных осмотических условий и предотвращения явлении свертывания.

Консервирующий раствор ЦОЛИПК № 3 состоит из двух смесей: смеси № 1 (сахароза — 4,3 г, глюкоза — 0,4 г, ЭДТА Na2 — 0.1 г, вода бидистиллированная — до 50 мл) и смеси № 2 (натрий лимоннокислый трехзамещенный — 1 г, 10% р-р желатины, приготовленной согласно ГФ IX,— 25 мл, вода бидистиллированная — до 50 мл). Смеси № 1 и 2, разлитые во флаконы для взятия крови, стерилизуют раздельно в автоклаве 30 мин. при давлении 1,2 атм. Перед применением смеси сливают закрытым способом с соблюдением правил асептики. На 100 мл костного мозга берется 100 мл консервирующего р-ра (соотношение 1 : 1).

Консервирующий р-р ЛИП К содержит 3 г нейтрального цитрата, 3,2 г сахарозы, 25 мл 10% р-ра желатины, 0,89% р-ра NaCl до 100 мл. Р-р стерилизуют в автоклаве 30 мин. при давлении 1,2 атм. Соотношение костного мозга и консервирующего р-ра 1:1. Костный мозг, заготовленный на вышеуказанных р-рах, сохраняет морфол, полноценность и функц, активность миелокариоцитов при t° 2—5° в течение 5 сут. Перед применением костный мозг, консервированный в одном из р-ров, выдерживают один час при комнатной температуре для разжижения желатины, входящей в состав р-ра. С удлинением сроков хранения костного мозга уменьшается число его ядросодержащих элементов и нарастает число дистрофических клеток. Наименее устойчивыми являются Мегакариоциты, сегментоядерные нейтрофилы, затем недифференцированные клетки и незрелые элементы гранулоцитарного ряда. Наиболее устойчивы лимфоциты и ядерные элементы эритропоэза. Стволовые гемопоэтические клетки являются неустойчивыми в процессе консервирования. Исследования жизнеспособности стволовых клеток костного мозга с применением метода клонирования кроветворной ткани, проведенные Тиллом, Мак-Каллаком (J. Е. Till, E. A. McCulloch, 1961), показали, что лучше всего они сохраняются (80—70%) в течение суток при t° 2—5° в среде № 199 и р-рах Ханкса и ЦОЛИПК № 3. Стерильность костного мозга достигается в условиях строжайшего соблюдения асептики (операционная, обеспложивание воздуха операционной, специальная одежда для донора и персонала). Взятие костного мозга у доноров осуществляется при помощи шприца и иглы Кассирского путем множественных пункций подвздошных костей и грудины (см. Трепанобиопсия). От трупов заготовка костного мозга производится путем аспирации его в закрытую систему или вымыванием с помощью перфузии консервирующих р-ров. Заготовка костного мозга от трупов, находящихся при комнатной температуре, должна производиться в сроки, не превышающие 5—6 час. с момента смерти. Для заготовки, хранения, транспортировки и трансплантации костного мозга используют стандартные стеклянные флаконы на 250—500 мл и пластмассовые мешки. Флаконы с костным мозгом укупоривают резиновой пробкой и металлическим колпачком, который завальцовывается вокруг горлышка. Пластмассовые мешки обеспечивают лучшую герметизацию, т. к. выводные трубки запаиваются.

Консервирование при отрицательных температурах

В результате исследований, направленных на изыскание методов длительного консервирования костного мозга, ученым разных стран в 50-х гг. 20 в. удалось найти способы защиты клеток мозга от разрушения с помощью ограждающих веществ, подбора соответствующих скоростей охлаждения и отогрева и выявить условия хранения. Известны 2 группы веществ, обладающих свойствами защиты клеток костного мозга при замораживании. Первая группа включает вещества, проникающие в клетку и обладающие интрацеллюлярным действием (глицерин, диметилсульфоксид, глюкоза и др.), вторая группа — вещества, не проникающие в клетку и обладающие экстрацеллюлярным действием (поливинилпирролидон, полиэтиленоксид, декстран, гидроксиэтилкрахмал, желатина, альбумин, сахароза и др.). При замораживании костного мозга человека наиболее ценными оказались 15% р-р глицерина и 8 —10% р-р поливинилпирролидона. Защитное действие глицерина основано на свойстве проникать в клетку, формировать прочные связи с водой, благодаря чему снижается процент замерзающей воды и степень концентрации солей в клетке. Добавление его способствует переохлаждению тканей и оказывает влияние на внутри- и внеклеточную кристаллизацию, замедляя рост кристаллов льда. Поливинилпирролидон в клетку не проникает. Он обволакивает клетку, предотвращая ее обезвоживание, образует связи с аминокислотными остатками белков, молекулами воды и электролитами, понижая их концентрацию во внеклеточной среде. Исследования по изучению влияния режимов замораживания и скоростей охлаждения костного мозга на отдельных этапах показали, что весь процесс замораживания костного мозга до t° —196° можно разделить на 3 периода: первый период — это время, в течение к-рого происходит охлаждение костного мозга с 15% глицерином и 10% сывороткой от исходной температуры до начала кристаллизации со скоростью, не превышающей 3° в 1 мин.; второй период — кристаллизация костного мозга в течение не более 1,5 мин.; третий (кристаллизация закончена) — наступает окончательное замерзание биопродукта со скоростью 15—30° в 1 мин. при температуре от —11 до —40°, со скоростью 5° в 1 мин. при температуре от —40 до —196°. Медленное замораживание костного мозга с 15% глицерином неблагоприятно сказывается на эритроцитах. Гемолиз может быть предотвращен путем максимального удаления эритроцитов из костного мозга, что достигается осаждением их с помощью присутствующей в растворе ЦОЛИПК № 3 желатины. Флакон, содержащий костномозговые клетки, центрифугируют в течение 15 мин. при 1200 об/мин. Большую часть надосадочной слоя удаляют, оставляя во флаконе 100 мл взвеси. Осевшие на дне флакона клетки костного мозга осторожно ресуспендируют перемешиванием. Далее к этому объему костномозговой взвеси добавляют равный объем надосадочной жидкости, содержащей 30% р-р глицерина и 20% сыворотки крови группы АВ (IV). Затем взвесь клеток костного мозга разливают через систему для переливания крови (с фильтром) по 100 мл в стандартные алюминиевые контейнеры емкостью 160 мл. Экспозиция костного мозга с 15% глицерином до замораживания должна быть 30 мин. Замораживание костного мозга производится по трехэтапной программе: на первом этапе (t° от 10 до —17°) камера программного замораживания «КВ 1501ИО» охлаждается со скоростью 1° в 1 мин., на втором этапе (t° от —17 до —120°) в течение 3 мин. производится максимальная подача паров жидкого азота в камеру; на третьем этапе (t° от —120 до —196°) скорость охлаждения камеры составляет 10° в 1 мин. Трехэтапная программа замораживания воспроизводится с помощью специального диска. Она обеспечивает сохранение 90—85% миелокариоцитов и ок. 70% родоначальных гемопоэтических клеток. Метод замораживания костного мозга с 15% глицерином и 10% сывороткой обеспечивает наилучшую сохранность стволовых гемопоэтических клеток, однако отмывание ограждающего вещества от костного мозга является недостатком этого метода.

При замораживании костного мозга поливинилпирролидоном используется ограждающий р-р Киевского ин-та переливания крови, содержащий 18 г поливинилпирролидона, 10 г глюкозы, 4 г лактозы, 1500 ед. гепарина, 0,015 г левомицетина, до 100 мл бидистиллированной воды; соотношение костного мозга и ограждающего р-ра 1:1. Замораживание костного мозга производится на первом этапе (t° от 0 до —18°) со скоростью 1° в 1 мин., на втором (t° от —18 до —80°) со скоростью 10° в 1 мин., после чего контейнеры с костным мозгом погружают в жидкий азот.

После размораживания остаются морфологически сохранными 90— 86 % миелокариоцитов.

Длительное хранение при ультранизких температурах. Установлено, что костный мозг доноров после 1—5 лет хранения при t° —196° содержит 85—80% сохранных клеток, т. е. почти столько же, сколько при хранении в жидком азоте в течение 1 дня, 1, 3, 6 мес. Данные электронно-микроскопического анализа свидетельствуют о том, что клеточные элементы костного мозга, хранившиеся в жидком азоте в течение 1 дня, 6 мес. и 2,5 лет, в подавляющем большинстве не претерпевают каких-либо субмикроскопических изменений. Для определения биол, полноценности замороженных костномозговых клеток используют методы in vivo. Так, клонирование кроветворной ткани в селезенке мышей имбредных линий, облученных летальными дозами, показало, что костный мозг, замороженный с 15% глицерином и сохранившийся в течение 5 лет при t° —196°, содержит более 50% стволовых гемопоэтических клеток. Клин, исследования представляют убедительные доказательства эффективности трансплантаций аутологичного костного мозга, хранившегося при t° —196° с глицерином, поливинилпирролидоном или полиэтиленоксидом в течение длительного времени.

Замораживание с помощью низких температур

Установлено, что наилучшие результаты замораживания костного мозга с 15% глицерином и 10% сывороткой получены при сочетании разнотемпературных электрохолодильников. С этой целью контейнер с костным мозгом вначале помещают в холодильник с t° —20° для охлаждения до t° —9° (т. е. до периода кристаллизации), затем быстро переносят в холодильник с t° —70° и оставляют в нем на хранение. При этом режиме замораживания в первом периоде костный мозг охлаждается со скоростью 2—1V20 в 1 мин., продолжительность зоны кристаллизации составляет 3 мин., скорость замораживания костного мозга в третьем периоде (посткристаллизационном) составляет 5—3—1° в 1 мин. Замораживание костного мозга с применением такого режима обеспечивает сохранение в среднем 89% ядросодержащих клеток и 57% стволовых гемопоэтических клеток. Сохранение стволовых клеток в жизнеспособном состоянии при t° —70° обеспечивается в течение 1,5 мес.

Подготовка костного мозга к трансплантации

Значительное влияние на сохранность костномозговых клеток оказывают условия оттаивания замороженного костного мозга. Оптимальным считается быстрое оттаивание костного мозга от —196 до 2° в водяной бане при t° 40—41° за 40—50 сек. Медленное размораживание костного мозга при комнатной температуре (30 мин.) или в холодильнике при t° 4—5° (240 мин.) дает низкую сохранность костномозговых клеток, и в частности стволовых. Оттаянную костномозговую взвесь перед трансплантацией закрытым способом (через систему) переводят из алюминиевого контейнера в стеклянные флаконы емкостью 500 мл. К 100 мл оттаянной костномозговой взвеси добавляют 50 мл охлажденного до t° 2—5° глюкозосахарозного р-ра № 1 (глюкозы — 24,3 г, ЭДТА Na2 — 0,05 г, 8% р-ра сахарозы — до 50 мл). Содержимое флакона перемешивают осторожным покачиванием. Затем дважды добавляют по 150 мл охлажденного до 2—5° р-ра № 2 (сахарозы — 24 г, ЭДТА Na2 — 0,3 г, воды бидистиллированной — до 300 мл) и взвесь перемешивают. После этого флаконы центрифугируют в течение 15 мин. при 1200 об/мин при t° 5°. Большую часть надосадочной жидкости (300—350 мл) удаляют. Осевшие на дно флакона клетки ресуспендируют перемешиванием. Полученную взвесь в объеме 100—150 мл фильтруют через систему для переливания крови во флакон емкостью 250 мл, который герметически укупоривают. Флакон с костным мозгом маркируют, а затем передают для трансплантации. После оттаивания костного мозга и снижения концентрации глицерина до 3,3% с помощью глюкозосахарозных р-ров количество сохранных миелокариоцитов не изменяется в первые 4 часа хранения при t° 2—5°. Через 20—24 часа количество сохранных клеток уменьшается на 1 —17%.

Транспортировка

Размороженный и подготовленный для трансплантации костный мозг может транспортироваться в течение 8 час. по железной дороге, автомашиной, самолетом в изотермических ящиках для крови, поддерживающих t° 2—5°.

Хранение костного мозга осуществляют в банках двух типов. Крупные банки создаются при некоторых ин-тах и на станциях переливания крови; в них должен находиться на хранении аутологичный костный мозг больных и костный мозг доноров, типированный но антигенам гистосовместимости. Банки такого типа должны базироваться на аппаратуре, использующей жидкий азот для замораживания и долгосрочного хранения костного мозга. Для этих целей целесообразно использовать аппараты программного замораживания ФТИНТ АН УССР и Ин-та кибернетики АН Грузинской ССР, а также сосуды на 250 и 500 л жидкого азота, в каждый из которых может вмещаться 260—520 контейнеров с костным мозгом, емкостью на 160 мл каждый. Второй тип — небольшие банки при некоторых леч. учреждениях (от < i ин-ты и диспансеры, б-цы) и стат о i !\ переливания крови. Они предназначены для консервирования на непродолжительные сроки (1 — 2 мес.) гл. обр. костного мозга больных. к-рым после применения повышенных доз цитостатических средств или лучевой терапии потребуется трансплантация аутологичного костного мозга. Для этой цели целесообразно использовать сочетание электрорефрижераторов с t° —20 и —70° (—80, —90°).

Методы оценки жизнеспособности консервированного костного мозга

Для оценки используют методы прижизненной окраски суправитальными красителями (1% водный р-р эозина, 0,1% р-р трипанового синего) с подсчетом общего числа ядросодержащих клеток костного мозга в камере Горяева. Для полной и многосторонней оценки жизнеспособности костного мозга применяют морфол., функц, и биохим, методы исследования, характеризующие биол, полноценность миелокариоцитов в процессе консервации: изучение клеток в окрашенных мазках, электронная микроскопия, авторадиография, цитол. метод выявления хромосом — маркеров (Т6Т6), использование различий полового хроматина мужских и женских гранулоцитов, изучение фагоцитарной и дыхательной активности клеток костного мозга. Сохранность стволовых гемопоэтических клеток оценивается методом клонирования кроветворной ткани в селезенке смертельно облученных мышей с идентификацией селезеночных колоний гистол, исследованиями и методом определения коммитированных стволовых клеток в культуре на полутвердом агаре.

Контроль качества консервированного костного мозга осуществляется перед выдачей его для целей трансплантации. При этом каждый флакон с костным мозгом просматривается врачом-специалистом. Основные признаки непригодности костного мозга: нарушение герметичности в укупорке флакона, наличие гемолиза св. 100 мг%, бактериальное загрязнение, наличие значительных сгустков, низкая сохранность миелокариоцитов (менее 50%). На бактериальное загрязнение костного мозга указывают такие признаки, как помутнение надосадочного слоя, появление пленки, налета, выделение газа. Оценка годности посмертного костного мозга производится по тем же признакам, что и оценка костного мозга доноров. Однако решающее значение имеют еще и результаты патологоанатомического вскрытия трупа и исследования крови на сифилис и инф. гепатит.

Таблица. Основные методы консервирования отдельных органов и тканей и их клинико-экспериментальное значение

Обозначения: + метод применяется в эксперименте и клинике; ++ метод используется в клинике в единичных случаях (в основном, за рубежом); — метод применяется только в эксперименте.

Библиография: Актуальные проблемы пересадки органов, под ред. Ю. М. Лопухина, М., 19 78, библиогр.; Бер П. Лекции зоологии, пер. с франц., Спб., 1882; Заготовка, консервирование и стерилизация биологических тканей, под ред. М. В. Волкова, М., 1970; Клен Р. Заготовка и консервирование тканей, пер. с чешек., Прага, 1962, библиогр.; Консервирование и трансплантация тканей и органов, под ред. Г. Крыстинова, пер. с болг., т. 2, София, 1975; Шумаков В. И., Штенгольд E. и Онищенко Н. А. Консервация органов, М., 1975, библиогр. К. костного мозга — Лаврик С. С. Консервирование костного мозга, Киев, 1975, библиогр.; Низкотемпературное консервирование костного мозга, под ред. Е. Я. Панкова, Киев, 1976, библиогр.; Проблемы гематологии и трансфузиологии, под ред. О. К. Гаврилова, т. 1, с. 88, М., 1976; Федотенков А. Г., Данилова Л. А. и Алексеева Л. П. Влияние различных режимов замораживания на пролиферативную активность и дифференцировку родоначальных клеток костного мозга, Пробл, гематол, и перелив, крови, т. 16, № 8, с. 21, 1971, библиогр.; Федотенков А. Г. и др. Новый метод заготовки трупного костного мозга, предназначенного для трансплантации, там же, т. 8, № 2, с. 28, 1963, библиогр.

Г. М. Соловьев; А. Г. Федотенков (гем ).